El ensayo se estableció a una altura de 1.233 m s.n.m. con un área de 3.292 m. en el municipio de Suaita, Santander (Colombia). Se utilizaron dos variedades de caña de azúcar para producción de panela del convenio Agrosavia-Cenicaña (Centro de investigación de la caña de azúcar de Colombia), las cuales fueron entregadas por Agrosavia en el 2013 (CC 93-7711 - Pierna Bella) y 2014 (CC 93-7510 - Vende Finca). La germinación de las variedades de caña se realizó en el Centro de Investigación para el Mejoramiento de la Agroindustria Panelera (C. I. Cimpa, Agrosavia) mediante extracción manual de semilla asexual de caña, dispuestas en canastillas con sustrato inerte.

De la colección de trabajo de microorganismos con interés en biofertilizantes [CMIB] del banco de germoplasma de Agrosavia, se utilizaron los HFMA Rhizoglomus irregulare y Acaulospora mellea (Figura 1), las especies mencionadas presentaron una respuesta positiva en condiciones de vivero en diferentes variedades de caña de azúcar (Wilches Ortiz et al., 2019). Para la multiplicación de los HFMA se utilizó sustrato suelo:arena (2:1 v / v) en materas de 500 g en hospederos de plantas de uchuva (Physalisperuviana L.). Cinco meses después se realizó control de calidad del inóculo mediante la técnica de tamizado húmedo y decantación propuesta por Gerdemann y Nicolson (1963), se cuantificó el número de esporas para realizar inoculación en vivero con 70 esporas plántula^-1 en semilleros de las variedades CC 93-7711 y CC 93-7510 y posterior trasplante a campo.

Figura 1

Figure 1. Microscopic images with 40x magnification of AMF spores inoculated in polyvinyl alcohol-lactic acid glycerol (PVLG) solution. a) Acaulospora mellea; b) Rhizoglomus irregularis.

El diseño correspondió a bloques completos al azar [BCA] con tres repeticiones, utilizando como material vegetal las dos variedades en estudio (CC 93-7711 y CC 93-7510), considerando cada una como un ensayo independiente. Se evaluaron cuatro tratamientos con y sin microorganismos HFMA (Tabla 1). Los tratamientos control corresponden a dos dosis de fertilización química, uno con el 50 % (igual que los tratamientos de inoculación) y un control con el 100 % para la fertilización química, que se realiza teniendo en cuenta las características del suelo. La distribución de los tratamientos en las parcelas se realizó al azar y se bloqueó en contra de la pendiente del terreno en cada variedad vegetal.

Tabla 1

.Table 1. Treatments in the site of Suaita

Cada parcela experimental, estuvo conformada por 7 surcos de 6,6 m lineales (51,48 m.), con distancias entre parcelas de 2 m como área de tránsito, la distancia de siembra utilizada entre plantas fue de 0,6 m y entre surcos de 1,3 m (77 plantas/parcela), el área útil experimental fue de 1.235,52 m. con 175,67 m. de plantas para efecto borde y un área de tránsito de 643,8 m., para un total de 2.055 m..

Las prácticas de mantenimiento incluyeron el fraccionamiento de la fertilización y control de malezas a los dos y cuatro meses de edad. El esquema de fertilización integró los requerimientos reportados por estudios anteriores en caña panelera (González Chavarro et al., 2018; Manrique Estupiñán, 2000) estimando alcanzar una producción de 100 toneladas de caña por hectárea [TCH].

El plan de fertilización tuvo como base los siguientes requerimientos nutricionales por hectárea de elementos mayores y menores: N (170 kg), P₂O₅ (50 kg), K₂O (240 kg), Ca (90 kg), MgO (60 kg), S (45 kg), Si (320 kg), Fe (12 kg), Mn (1,5 kg), Cu (0,128 kg), Zn (1,8 kg), B (0,522 kg).

Se evaluaron variables de respuesta agronómica de altura, diámetro de tallo, clorofila total y materia seca a los 8 y 15 meses después del trasplante (mdt). Se realizó un muestreo por método destructivo de cosecha y se tomó información de altura de la planta (m) hasta la primera lígula visible, diámetro de tallos (cm) en cinco (5) plantas al azar en dos (2) m lineales cosechados. La clorofila total (unidades SPAD) se evaluó en hojas con medidor automático de clorofila MC-100®.

Para la determinación de la materia seca, en seis (6) m lineales se cuantificó y se tomó peso fresco de hojas, yaguas, cogollos y tallos. Del total de material se seleccionó una muestra de 250 gramos para secado a 70 °C en horno por 72 horas, para obtener el peso de materia seca (MS). Adicionalmente, otra muestra (200-250 g) se envió al laboratorio de química de suelos, aguas y plantas de Agrosavia C. I. Tibaitatá para la determinación de la concentración de macro (N-P-K-Ca-Mg-Na-S) y micronutrientes (Fe, Cu, Zn, Mn y B) en los órganos monitoreados.

Las técnicas para la extracción y cuantificación de minerales en tejidos utilizadas por el laboratorio de Agrosavia fueron el método 960.52 oficial de la AOAC Kjeldahl por volumetría para N (Latimer, 2016), y por espectroscopía de emisión óptica con plasma acoplado inductivamente (ICP-OES, por sus siglas en inglés) Perkin Elmer Avio 500 en la determinación de P, K, Ca, Mg, Na, S, Fe, Cu, Zn, Mn y B (Khan et al., 2022).

Para la determinación de la materia seca [MS] (kg ha^-1) y nutrientes (kg ha^-1) se utilizaron las fórmulas descritas por González Chavarro et al. (2018), dividiendo el peso final [Pf] del peso inicial [Pi] posterior al secado para la obtención del porcentaje de materia seca (ecuación [1]). Para la cantidad de materia seca por hectárea se multiplicó el porcentaje de MS por la materia fresca por hectárea [MF] (kg ha^-1) (ecuación [2]). Y para la absorción de nutrientes se utilizaron los valores reportados de concentración de nutrientes [Cn] (%) por el laboratorio, en donde el valor de cada nutriente fue convertido a kg ha^-1 de acuerdo con la ecuación [3].

[1] MS % = P i P f × 1 0 0

[2] MS kg ha - 1 = MS (%) x MF

[3] Nutriente kg ha - 1 = Cn (%) x MS 1 0 0

Todos los experimentos se realizaron por triplicado y los datos se expresaron como media ± desviación estándar. Los datos se analizaron mediante análisis de varianza [ANOVA] después de comprobar la normalidad y la homogeneidad de las varianzas. Los valores medios de todos los tratamientos se compararon en busca de diferencias significativas mediante prueba de comparación múltiple de Tukey (. ≤ 0,05), adicionalmente se realizaron análisis de correspondencia canónica entre los tratamientos y la absorción de nutrientes por la planta. Se utilizó el software estadístico R® (R Core Team, 2020) con las librerías corrplot, CCA (González y Déjean, 2021) y ggplot2 (Wickham, 2016).

En la Figura 2, se observan los resultados obtenidos en altura de caña de azúcar a los 8 y 15 meses después de trasplante [mdt]. De acuerdo al ANOVA, no se presentaron diferencias significativas entre tratamientos para la variedad CC 93-7711 en los dos momentos de muestreo; para la variedad CC 93-7510 a los 8 mdt se presentaron diferencias significativas, en donde el tratamiento de inoculación T1 registró los valores más altos de altura, con 1,42 m, seguidos de los controles sin inoculación y 100 % de fertilización química, con 1,39 m cada uno, y en último lugar, el tratamiento T2, con 1,28 m. Otros autores atribuyen al uso de HFMA un incremento en la altura de plantas de caña de azúcar (Juntahum et al., 2022; Sulistiono et al., 2017; Wilches Ortiz et al., 2019), aunque a los 15 mdt no se presentaron diferencias significativas, se destaca que los tratamientos de inoculación (T1 y T2) logran obtener valores similares al control del 100 % de fertilización (T4), contribuyendo a la reducción de fertilización de síntesis química al 50 % con estos microorganismos.

Figura 2

Figure 2. Height of sugarcane plants at 8 and 15 mat. T1: A. mellea, T2: R. irregulare, T3: Control without inoculation, T4: Control 100 % chemical fertilization. Means with different letters indicate significant statistical differences (Tukey, p ≤ 0,05) between treatments (five samples per treatment in three repetitions).

A continuación, se presentan los resultados relacionados con la concentración de nutrientes en el tejido de la planta a los 15 mdt. Según el ANOVA, no se presentaron diferencias estadísticas en la absorción de P (Figura 6b), K, Mg (Figura 7), Ca, Na (Figura 8) B y Zn (Figura 11) entre tratamientos en las dos variedades. Se presentaron diferencias estadísticas en la variedad CC 93-7711 con R. irregulare en los nutrientes N (Figura 6a), S, Fe (Figura 9) y Mn (Figura 10b) y en la variedad CC 93-7510 entre tratamientos en la absorción de Mn con la inoculación de A. mellea (Figura 10b). Estos resultados reflejan los beneficios de la inoculación con estos HFMA en la concentración de nutrientes en las plantas de caña para producción de panela. Juntahum et al. (2020) atribuyeron a los HFMA un aumento en el contenido de N en plantas de caña de azúcar en comparación con las no inoculadas, coincidiendo con el presente estudio en el que existe un aumento en el contenido de N con R. irregulare respecto al control (T4) en la variedad CC 93-7711 (Figura 6a). Los mismos autores encontraron un mayor contenido de P con los HFMA, en este estudio se observó un aumento en el P con respecto al control con las dos cepas de HFMA. Lo cual coincide adicionalmente con Fors et al. (2020) en donde la inoculación de Rhizophagusclarus aumentó la absorción de P en la caña de azúcar (variedad SP 81-3250).

Figura 6

Figure 6. Macronutrient absorption:a) Nitrogen and b) Phosphorus at 15 mat. T1: A. mellea, T2: R. irregulare, T3: Control without inoculation, T4: Control 100 % chemical fertilization. Means with different letters indicate statistically significant differences (Tukey, p ≤ 0.05) between treatments (five samples per treatment in three repetitions).